信帆生物教你如何在實驗室里用小技巧提高工作效率！
1 跑 page 膠的時候，小電壓跑會避免高電壓產生的熱量爾導致的膠層變形。低電壓泳道會 比大電壓泳道跑的直一些，且分離效果更高，有利于分子量相差不大的蛋白分離。
2. 提取質粒的時候，zui后一步的酒精揮發很關鍵，基本上是其后續的酶切反應的決定性因 素。 所以這一步盡量揮發長一點時間， 是空調吹熱風， 或是 37 度溫箱放長一點的時間， 我試過室溫過夜，酶切很好。
3. 做 WESTERN BLOT 的時候，大家往往會摸索一抗、二抗的濃度，封閉時間，曝光時間 等等，而每次變換其中的一個條件就需要從新跑膠、轉膜，甚至重新提蛋白，這樣會浪費大量的時間。其實*沒有必要這樣。一次轉膜后，將 PVDF 膜晾干，裁減成小塊，保存起 來，用的時候取出一塊，沒有任何影響。這對于摸索條件的戰友來說，節約了大量的時間。
4. 有關緩沖液和培養基配置 1）將緩沖液配方中的成分分別以 10－100 倍配成母液儲存，需要的時候只需將相應的母液 混合，補加水稀釋即可 2）配培養基時通常會忘記各成分的量，如配 LB 時的三個成分不記得到底哪個是 5g，哪個 要 10 個，因此可以在常用的試劑瓶的標簽上注明所需的量，如配 LB 時，在NaCl 瓶外注明 10g/L, yeast 5 g/L, tryton 10 g/L等，很方便，不需要每次配之前臨時翻書
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5. 有關 PCR主反應液配置: 在做克隆鑒定的時候經常需要在酶切鑒定前進行 PCR 鑒定，每次配置 PCR 反應液很繁瑣， 可以將其配置類似 kit 的形式，按你需要的反應體系列表，然后放大 100 倍配置 100×主反應 液（100 次反應），其中含 buffer，Mg2＋，dNTPs，但不含引物和 Taq 酶，然后可以 10×分 裝或一管儲存在－20度，在需要的時候拿出融開，然后按所需的 PCR 反應個數吸取相應的 倍數，再補加相應反應倍數的 Taq 和引物，混勻后分裝，這樣做的好處如下： 1）可的節省寶貴的時間，可早點收工，看球 2）避免每次反應加樣不均的可能 3）大大減少 PCR 假陽性的產生
6. 有關酶切反應液的配置: 在做酶切時，也可以象 PCR 一樣配置主反應液，每次反應前先列好反應的體系，算好需要 的反應數，然后按所需反應的體系按所需反應數放大，加入 buffer、酶、水，質粒欄空缺， 然后混合后按除質粒 DNA 的體積分裝，然后再在每管中加入相應體積的質粒 DNA 酶切， 這樣做的好處如下，特別是當同時有 10幾個陽性克隆需要鑒定時尤為明顯。
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